动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物 的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。抓取动物前，必须对各 种动物的一般习性有所了解。操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动 物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖 或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠 置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中， 如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定，如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进 行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤，所以，不要突然袭击式 地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒 内，这样即可进行尾静脉取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套（有 经验者也可不戴），右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落， 左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。常用的抓取方法是先轻 轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。然后一只手抓住兔的颈部皮毛, 将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注 射等操作。因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。 在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。家兔的固 定方法有盒式固定和台式固定。盒式固定适用于采血和耳部血管注射，台式固定适用于测量血压、 呼吸和进行手术操作等。四、豚鼠豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用 手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。五、蟾蜍抓取蟾蜍时，可先在蟾蜍体部包一层湿布，用左手将其背部贴紧手掌固定，把后肢拉直，并用左 手的中指、无名指及小指夹住，前肢可用拇指及食指压住，右手即可进行实验操作。抓取蟾蜍时 不要挤压两侧耳部突起的毒腺，以免蟾蜍将毒液射到使用者眼睛里。需要长时间固定时，可将蟾 蜍麻醉或毁脑脊髓后，用大头针钉在蛙板上。六、狗用狗做实验时，为防止其咬伤操作人员，一般先将狗嘴绑住。对实验用狗，如毕格狗或驯服的狗, 绑嘴时操作人员可从其侧面靠近并轻轻抚摸颈部皮毛，然后迅速用布带绑住狗嘴；对家养的笨狗 或未经驯服的狗，先用长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部，将狗按倒在地，再绑嘴。如果实验需要麻醉, 可先使动物麻醉后再移去狗夹。当狗麻醉后，要松开绑嘴布带，以免影响呼吸。一、实验动物的除毛在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和 脱毛等。（一）剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。 不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血 或新生乳牛放血制备血清常用此法。（二）拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。（三）剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子 蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。（四）脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所 需部位涂一薄层，23分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g,生石灰15g，溶于100ml水中。适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1.硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2.硫化钠 8g,淀粉7g，糖4g,甘油5g，硼砂1g,加水75ml； 3.硫化钠8g溶于100ml水中。二、实验动物的给药在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的 途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。第二节实验动物的编号和分组一、编号实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适 的标记方法。（一）挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上（最好用铝或不锈钢的，它可长期使用不生锈）,或将号码按实 验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。（二）打号法：用刺数钳（又称耳号钳）将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳 刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。（三）针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位 留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。（四）化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有涂染红色：0.5%中性红或品红溶液。涂染黄色：3-5%苦味酸溶液。涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多， 则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子 畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。（五）剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法 编号清楚可靠，但只适于短期观察。（六）打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口，应在剪后 用滑石粉捻一下，以免愈合后看不出来。该法可以编至19999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终 身号采用。二、分组（一）分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应 按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别, 影响实验结果，特别是进行准确的统计检验，必须在随机分组的基础上进行。每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行 检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合 乎统计学要求的动物数量存在。（二）建立对照组：分组时应建立对照组。1自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、 后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2平行 对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并 不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3具体分组时，应避免人为因素，随机把所有 的动物进行编号，然后令其双数为A组（实验组）,单数为B组（对照组）即可或反之。如果要分若干个组时， 应该用随机数字表示进行完全随机分组。第三节实验动物的麻醉方法麻醉（anesthesia）的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实 验中服从操作，确保实验顺利进行。一、常用的麻醉药（一）常用局部麻醉剂：普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.5%1 %；利 多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用1%2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0.25%0.5% 溶液作局部浸润麻醉。（二）常用全身麻醉剂：1. 乙醚 乙醚吸入法是最常用的麻醉方法，各种动物都可应用。其麻醉量和致死量相差大，所以其安全度大。 但由于乙醚局部刺激作用大，可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活 动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比 较安全，而且麻醉后恢复比较快。其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对 呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品（基础麻醉），通常在麻醉前20 30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡（每公斤体重510mg）及阿托品（每公斤体重0.1mg）。盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。阿 托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺 炎。进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。慢性实验预备手术的过程中，仍用麻 醉口罩给药，而在一般急性使用，麻醉后可以先进行气管切开术，通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。在继续 给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小（如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。 万一呼吸停止，必须立即施行人工呼吸。待恢复自动呼吸后再进行操作。2. 苯巴比妥钠此药作用持久，应用方便，在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其它功能无多大影 响。通常在实验前半至一小时用药。使用剂量及方法为：狗腹腔注射80100mg/kg体重，静脉注射70 120mg/kg体重（一般每公斤体重给7080mg即可麻醉，但有的动物要100120mg才能麻醉，具体用量 可根据各个动物的敏感性而定）。兔腹腔注射150200mg/kg体重。3. 戊巴比妥钠此药麻醉时间不很长，一次给药的有效时间可延续3-5小时,所以十分适合一般使用要求。给 药后对动物循环和呼吸系统无显著抑制作用，药品价格也很便宜。用时配成13%生理盐水溶液，必要 时可加温溶解，配好的药液在常温下放置12月不失药效。静脉或腹腔注射后很快就进入麻醉期，使用 剂量及方法为：狗、猫、兔静脉注射3035mg/kg体重，腹腔注射4045mg/kg体重。4. 硫喷妥钠为黄色粉末，有硫臭，易吸水。其水溶液不稳定，故必须现用现配常用浓度为15%。此药 作静脉注射时，由于药液迅速进入脑组织，故诱导快，动物很快被麻醉。但苏醒也很快，一次给药的麻醉 时效仅维持半至一小时。在时间较长的实验过程中，可重复注射，以维持一定的麻醉深度。此药对胃肠道 无副作用，但对呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神经较副交感神经为强，常有喉头痉挛,因此注射时速 度必须缓慢。实验剂量和方法：狗静脉注射2025mg/kg体重；兔静脉注射710mg/kg体重。静脉注射 速度以15秒钟注射2ml左右进行。小鼠1 %溶液腹腔注射0.10.3ml/只；大鼠0.60.8ml/只。5. 巴比妥钠使用剂量及方法：狗静脉注射225mg/kg体重；兔腹腔注射200mg/kg体重；鼠皮下注射 200mg/kg 体重。6. 氨基甲酸乙酯此药是比较温和的麻醉药，安全度大。多数实验动物都可使用，更适合于小动物。一般用 作基础麻醉，如使用全部过程都用此麻醉时，动物保温尤为重要。使用时常配成2025%水溶液，狗、兔 静脉、腹腔注射0.751g/kg体重。但在作静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成5%或10%溶液，及每 公斤体重注射1020ml。鼠1.52g/kg体重，由腹腔注射。以上麻醉药种类虽较多，但各种动物使用的种类多有所侧重。如做慢性实验的动物常用乙